Enterobacteriales

José Leiva/Melania Iñigo
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Producción de betalactamasas

De entre todas las betalactamasas descritas hasta el momento, caben destacar por su interés e implicaciones clínicas las siguientes:
  • Betalactamasas de espectro extendido.
  • Betalactamasas resistentes a los inhibidores.
  • Betalactamasas tipo AmpC.
  • Carbapenemasas.
 
1. Betalactamasa de espectro extendido
Las betalactamasas de espectro extendido (BLEE) son enzimas que se caracterizan por proporcionar resistencia a penicilinas, cefalosporinas, incluyendo las de tercera y cuarta generación, y monobactamas, como aztreonam; pero no a cefamicinas, ni a carbapenems. Son inhibidas por el ácido clavulánico, tazobactam, sulbactam y avibactam.
 
Entre las BLEE se encuentran las de tipo TEM y SHV (derivadas de enzimas con menor espectro de hidrólisis, mayoritariamente de codificación plasmídica), la familia CTX-M (procedentes de betalactamasas cromosómicas del género Kluyvera, y las de mayor prevalencia en la actualidad) y otras menos prevalentes como PER, VEB, BES, GES, TLA, SFO, TEL, etc. Todas estas enzimas BLEE se clasifican dentro de las clases A y D, según la clasificación de Ambler; y pertenecen a los grupos 2be, 2ber y 2de de la clasificación de Bush y Jacoby.
 
La aparición de estas enzimas se debe a la mutación de genes de betalactamasas plasmídicas y/o por la movilización e integración de genes de betalactamasas cromosómicas en diferentes estructuras genéticas como los plásmidos.
 
Las cepas que producen BLEE clásicas (TEM y SHV), son en su mayoría especies del orden Enterobacterales y en particular Klebsiella pneumoniae y Escherichia coli.
 
La problemática inicial que presentaban las BLEEs estaba relacionada con brotes nosocomiales causados por cepas de K. pneumoniae. Entre los factores de riesgo destaca el uso de antibióticos, especialmente cefalosporinas de 3ª generación y quinolonas.
 
Durante los últimos años se ha observado un aumento considerable en el número de cepas de E. coli productoras de BLEE aisladas, principalmente, en pacientes que las han adquirido en la comunidad y de K .pneumoniae productora de BLEE de origen hospitalario.
No es infrecuente la resistencia a amoxicilina-clavulánico y a piperacilina-tazobactam por la producción simultánea de otras betalactamasas como OXA-1, alteraciones de permeabilidad o, en menor medida, por la hiperproducción de la propia BLEE.
 
La combinación de cefalosporinas de espectro extendido e inhibidores de betalactamasas han demostrado también ser eficaces frente a las enterobacterias productoras de BLEE. 
 
El tratamiento de elección de las infecciones causadas por enterobacterias portadoras de BLEE son los carbapenems. En cuanto al uso de antibióticos no betalactámicos para el tratamiento de estas infecciones, es preciso tener en cuenta la coexistencia de otros determinantes genéticos que confieren resistencia a otros antimicrobianos, como aminoglucósidos o cotrimoxazol. Otros antibióticos como fosfomicina pueden ser utilizados en el tratamiento de infecciones urinarias no complicadas y tigeciclina en pacientes alérgicos a betalactámicos.
 
2. Betalactamasas resistentes a inhibidores
A partir de las betalactamasas de amplio espectro tipo TEM-1, TEM-2 o SHV-1 y mediante mutaciones puntuales en las mismas, aparecieron betalactamasas resistentes a los inhibidores de betalactamasas. Estas enzimas se denominan IRT (inhibitor-resistant TEM mutant). Pertenecen al grupo 2br, de la clasificación establecida por Bush y Jacoby; y a la clase A, según Ambler. Algunas oxacilinasas como la OXA-1, también confieren un fenotipo similar a las IRT, que se caracterizan por ser resistentes a aminopenicilinas, carboxipenicilinas y ureidopenicilinas, y amoxicilina-ácido clavulánico. En infecciones sistémicas se podrían utilizar cefalosporinas, ertapenem y fluorquinolonas.
 
3. Betalactamasas de tipo AmpC
El carácter inducible de la expresión enzimática es frecuente en un gran número de betalactamasas cromosómicas. Destacan las de clase C (clasificación de Ambler) o las del grupo 1 (clasificación de Bush-Jacoby); enzimas tipo LAT, MIR, CMY y FOX, presentes en Enterobacter spp, Citrobacter freundii, Serratia spp, Morganella morganii, Providencia stuartii y Providencia rettgeri. Estas betalactamasas de tipo AmpC hidrolizan cefalosporinas de primera y segunda generación, incluidas cefamicinas, y en menor medida las de tercera generación, mientras que por lo general son muy poco eficaces hidrolizando las cefalosporinas de cuarta generación y los carbapenems. Este espectro puede ampliarse e hidrolizar a cefalosporinas de cuarta generación (AmpC de espectro extendido), pero se desconoce cuál es la prevalencia y la relevancia clínica y epidemiológica de estas variantes de AmpC. Son resistentes a la asociación de betalactámicos con inhibidores de betalactamasas.
 
La producción de AmpC puede ser constitutiva o inducible, siendo los niveles de producción dependientes del grado de expresión del gen blaAmpC.
 
Estas enzimas tienen la particularidad de expresarse habitualmente a niveles bajos e incrementar su síntesis en presencia de determinados antibióticos betalactámicos (fenómeno de inducción).
 
La expresión permanente de niveles elevados de esta enzima (estado desreprimido), que determina resistencia a las cefalosporinas de 3ª generación, se produce por mutaciones en los genes reguladores. Estos mutantes pueden seleccionarse durante el tratamiento con determinados antibióticos betalactámicos.
 
Asimismo, se han descrito AmpC de codificación plasmídica de varias familias (CMY, MIR, MOX, LAT, FOX, DHA, ACT, ACC, CFE, etc) con especial relevancia en términos de control de la infección hospitalaria por la posible transmisión horizontal de los genes de resistencia.
 
El tratamiento de elección de las infecciones causadas por enterobacterias productoras de AmpC son los carbapenems. Otros antibióticos no betalactámicos requieren la realización de pruebas de sensibilidad antimicrobiana.
 
En caso de combinación de producción de AmpC con otros mecanismos de resistencia que confieran resistencia a los carbapenems, valorar el tratamiento con nuevas alternativas como ceftazidima/avibactam, aztreonam/avibactam, imipenem/relebactam, meropenem/ varbobactam y cefiderocol.
 
4. Carbapenemasas
Los antibióticos carbapenems han sido considerados como uno de los antibióticos de 1ª línea para el tratamiento de infecciones graves debidas a Enterobacterales productoras de BLEE y de AmpC. Consecuentemente al lastre de la resistencia a las cefalosporinas de 3ª generación ha seguido un significante aumento del uso de carbapenems, lo que ha seleccionado el aislamiento de cepas resistentes a estos antibióticos.
 
La emergencia de la resistencia a carbapenems durante el tratamiento se ha informado debido a la combinación de BLEE y/o cefalosporinasas y una permeabilidad disminuida a los fármacos. La mayor parte de estos aislamientos son únicos, con una limitada diseminación clonal, haciéndoles menos competitivos en la ausencia de antibióticos. Sin embargo, en los últimos años se ha producido la aparición y diseminación de enterobacterias productoras de carbapenemasas codificadas en plásmidos que confieren resistencia a los antibióticos carbapenems y con frecuencia a todos los antibióticos betalactámicos, lo cual limita de forma considerable el arsenal terapéutico frente a estas bacterias.
 
Las carbapenemasas pertenecen en su mayoría en tres clases diferentes, según la clasificación de Ambler:
  • Clase A, principalmente enzimas de tipo KPC. Otros tipos menos frecuentes son SME, Nmc-A, IMI y GES. Pueden ser de codificación cromosómica (SME y Nmc-A), plasmídica (KPC y GES) o ambas (IMI). Son sensibles a la acción de los inhibidores, como el ácido clavulánico y el ácido fenilborónico Estas enzimas confieren un fenotipo con pérdida de sensibilidad a los carbapenems. Son resistentes a aztreonan y tienen una sensibilidad disminuida a cefalosporinas de 3ª y 4ª generación. Se han descrito en E. cloacae, otras especies de Enterobacter, S. marcescens, E. coli, K. pneumoniae, K. oxytoca y Salmonella enterica. Estas enzimas hidrolizan penicilinas, cefalosporinas y carbapenems. Tienen menor tasa de hidrólisis a las cefamicinas, aunque puede que los valores de CMI estén por encima del punto de corte de sensibilidad.
  • Clase B o metalo betalactamasas (MBL), dependientes de cinc, principalmente enzimas de tipo VIM, IMP y NDM. Su perfil de actividad incluye todos los betalactámicos, excepto aztreonam. A diferencia de las carbapenemasas de la clase A, no se ven inhibidas por inhibidores de betalactamasas.
  • Clase D o serin-carbapenemasas. Engloban más de 250 enzimas que se caracterizan por su diferente espectro de sensibilidad a los inhibidores y por ser capaces de hidrolizar la cloxacilina. En este grupo destaca por su prevalencia la enzima OXA-48-like, de codificación plasmídica, con un fenotipo de sensibilidad disminuida a los carbapenems, y que suele presentarse en combinación con otros mecanismos, principalmente BLEE, lo que les confiere un perfil de multirresistencia que se asocia a brotes intrahospitalarios. Se han descrito en P. mirabilis y K. pneumoniae.
Las bacterias productoras de carbapenemasas suelen tener un perfil multirresistente que conlleva además la resistencia a otras familias como aminoglucósidos, fluorquinolonas y cotrimoxazol. Se pueden utilizar las nuevas combinaciones de antibióticos betalactámicos asociados a inhibidores de carbapenemasas como ceftazidima/avibactam (activo frente a carbapenemasas de las clases A y D) y meropenem/varbobactam (activo frente a carbapenemasas de las clases A ) e imipenem/relebactam (activo frente a carbapenemasas de la clase A). Estas asociaciones, junto a ceftolozano/tazobactam, son inactivas frente a cepas productoras de MBL. Sin embargo, la asociación aztreonam/avibactam sí es activa frente a las MBL ya que aztreonam es activo frente a las MBL y avibactam inhibe la acción de otras enzimas que podrían hidrolizar el aztreonam (BLEE, KPC y OXA-48). Actualmente no se dispone de la combinación aztreonam/avibactam pero la combinación ceftazidima/avibactam más aztreonam se está usando con éxito en el tratamiento de las infecciones por cepas productoras de MBL. La combinación ceftolozano/tazobactam es activa frente a cepas productoras de BLEE pero no frente a cepas productoras de carbapenemasas. Cefiderocol es una cefalosporina de4ª generación activa frente a cepas productoras de BLEE, cefamicinasas y carbapenemasas de la clase A, B y D. La actividad de otras opciones terapéuticas, como amikacina, cotrimoxazol, fosfomicina, tigecilicina y colistina, necesitan la confirmación mediante pruebas de sensibilidad in vitro.
 
Plazomicina (aminoglucósido) y eravaciclina (fluorociclina) son nuevos fármacos con mayor actividad frente a cepas de enterobacterias productoras de BLEE, AmpC y carbapenemasas.
 

Resistencia a quinolonas en enterobacterias

La actividad antimicrobiana de las fluorquinolonas se basa en la inhibición de las topoisomerasas; la topoisomerasa II o ADN-girasa y la topoisomerasa IV. Ambas son enzimas heterotetramétricas formadas por dos subunidades, A y B, codificadas respectivamente por los genes gyrA y gyrB en la ADN-girasa y parC y parE en la topoisomerasa IV. Los principales mecanismos de resistencia descritos son consecuencia de mutaciones en los genes que codifican tanto la ADN-girasa como en la topoisomerasa IV.
 
En las bacterias gramnegativas, la ADN-girasa parece ser la primera diana que se modifica cuando comienzan a manifestarse resistencia a quinolonas.
 
Las alteraciones en la diana se concentran en una región de la enzima, denominada QRDR (quinolone-resistance-determining-region: región determinante de resistencia a quinolonas). Alteraciones en las regiones QRDR, tanto de las dos subunidades de la ADN-girasa como de las dos de topoisomerasa IV, van asociadas a un incremento de la CMI en todas las quinolonas; de hecho, la resistencia a las quinolonas parece ser consecuencia de mutaciones acumulativas a varios niveles. De este modo, la cepa, tras una primera mutación en una QRDR generalmente en gyrA, aparecerá resistente al ácido nalidíxico pero sensible a las fluorquinolonas (incrementando levemente la CMI). Posteriormente, mutaciones en esta u otra QRDR harán que la cepa pase a ser resistente a las fluorquinolonas (aunque no a todas por igual). Desde el punto de vista práctico, se puede deducir que las cepas de enterobacterias con CMI elevada a ácido nalidíxico presentan ya una mutación en la ADN-girasa, por lo que sólo es necesaria una segunda mutación para que la cepa adquiera una resistencia de alto nivel a ciprofloxacino, levofloxacino o moxifloxacino. Debido a la mayor probabilidad de estas cepas en adquirir resistencia a fluorquinolonas deben informarse para evitar la posibilidad del consiguiente fallo terapéutico durante el tratamiento con dichos antimicrobianos.
 
Otros mecanismos de resistencia son:
  • Protección de la diana (proteínas Qnr, de las que se conocen múltiples familias y alelos).
  • Expulsión activa: sistemas cromosómicos de expulsión (AcrAB-TolC) o de codificación plasmídica (proteínas QepA1 y QepA2 y sistema OqxAB).
  • Disminución de la permeabilidad (pérdida o modificación de las porinas, y menos estudiado, la alteración del lipopolisacárido).
  • Modificación de una acetiltransferasa (AAC(6´)-Ib-cr).
 

Resistencia a colistina en enterobacterias

En los últimos años, la colistina ha resurgido como una opción de tratamiento de última línea para el tratamiento de infecciones por bacterias gramnegativas multirresistentes, sobre todo productoras de carbapenemasas. Hasta hace unos años, la resistencia adquirida a la colistina ha sido rara y principalmente debido a mutaciones en los genes cromosómicos que conducen a modificaciones en el lipopolisacárido, el sitio de acción de colistina. Sin embargo, en el creciente consumo de colistina por el aumento de infecciones por bacterias productoras de carbapenemasas ha conllevado el aumento del aislamiento de cepas resistentes a colistina. Liu y colaboradores publicaron en 2016 la primera descripción de un mecanismo de resistencia a colistina de origen plasmídico (genes mcr-1) en muestras de animales, alimentos y clínicas en China (Liu y cols, 2016). Mcr-1 es un miembro de la familia de la enzima fosfoetanolamina transferasa, cuya expresion en E coli resulta en la adición de fosfoetanolamina al lípido A. La identificación de este gen se realizó en un estudio retrospectivo de prevalencia del gen mcr-1 en aislamientos de E. coli y K. pneumoniae (2011-2014) en China. En el estudio se determinó la presencia de E. coli portadoras del gen mcr-1 en muestras de carne cruda, en muestras de animales y de pacientes hospitalizados con infección.
 
Posteriormente, otros países informaron sobre hallazgos similares realizados de manera retrospectiva. De todas las revisiones y trabajos publicados se resume que los genes mcr-1:
a) se ha extendido a la mayor parte de los continentes
b) se han descubierto en bacterias aisladas de alimentos animales, del medio ambiente, incluyendo agua de rio, de varios tipos de carnes y vegetales, y de pacientes infectados y portadores asintomáticos, incluyendo viajeros internacionales
c) se ha descubierto en varias especies bacterianas, principalmente E. coli y diferentes clases de plásmidos
d) altamente transferible in vitro con una tasa de transferencia in vitro tan alta como 1/10. El gen plasmídico mcr-1 que codifica resistencia a colistina, recientemente descrito, está presente en aislados de origen humano en España y en Navarra en muestras de origen humano y ambiental.
 

Resistencia a aminoglucósidos en enterobacterias

La resistencia bacteriana a los aminoglucósidos se debe casi siempre a la producción de enzimas capaces de acetilar (acetiltransferasas), fosforilar (fosfotransferasas), o adenilar (nucleotidiltransferasas) el antibiótico inactivándolo. Cada enzima modificadora tiene especificidad por determinados aminoglucósidos, y aunque pueden suponer un problema en la práctica clínica, el nivel de resistencia que confieren no suele ser muy elevado. Adicionalmente se han descrito otros mecanismos de resistencia a aminoglucósidos, como la reducción de la concentración intracelular del antibiótico, o la modificación de la diana por mutaciones. No obstante, estos mecanismos no son muy significativos desde el punto de vista clínico.
 
En 2003, sin embargo, se descubrió un nuevo mecanismo de resistencia a aminoglucósidos en bacterias gramnegativas. Este mecanismo consiste en la adición de un grupo metilo por parte de una enzima metiltransferasa en el ARNr 16S, lo cual bloquea la unión del aminoglucósido al ribosoma.
 
Esta metiltransferasa, denominada ArmA (Aminoglycoside resistance methyltransferase A), guarda homología con las metiltransferasas codificadas en el cromosoma de las bacterias ambientales productoras de aminoglucósidos. Además de ArmA se han descrito 8 diferentes ARNr 16S metiltransferasas (RmtA a RmtH).
 
Además, las metiltransferasas del ARNr 16S adquiridas por bacterias gramnegativas se caracterizan por conferir un elevado nivel de resistencia a prácticamente todos los aminoglucósidos disponibles en la práctica clínica.
 
La primera información de un gen armA (aminoglucoside resistance methyltransferase) fue identificado en una cepa multirresistente de K. pneumoniae aislada de Francia (Galimand et al, 2003). Posteriormente, se ha descubierto en E. coli, C. freundii y Salmonella enterica. 
 
La común asociación con otros mecanismos de resistencia, lleva a una potencial coselección, mantenimiento y extensión de estas cepas por uso de betalactámicos, carbapenems y fluorquinolonas (Canton, 2009). La extensión de estos genes compromete el uso de aminoglucósidos para el tratamiento de infecciones graves causadas por bacterias.
 
Recientemente se ha desarrollado un aminoglucósido de nueva generación, plazomicina, resistente a los enzimas inactivantes de aminoglucósidos para el tratamiento de infecciones graves causadas por enterobacterales  multirresistentes a los antimicrobianos.  No obstante, ya se han descrito cepas resistentes a plazomicina portadoras de ArmA y de RmtB.
 
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